ВЛИЯНИЕ NaCl НА ПРОДУКТИВНОСТЬ ВОДОРОСЛИ HAEMATOCOCCUS PLUVIALIS И СОДЕРЖАНИЕ В ЕЕ КЛЕТКАХ ФОТОСИНТЕТИЧЕСКИХ ПИГМЕНТОВ, АКТИВНЫХ ФОРМ КИСЛОРОДА И АСТАКСАНТИНА

Изучено влияние NaCl (25, 50, 100, 200 и 300 мМ) на продуктивность Haematococcus pluvialis (штамм IBCE H-17) по таким показателям, как сухая биомасса, содержание белка, фотосинтетических пигментов, а также астаксантина и активных форм кислорода (АФК). Установлено, что NaCl в низких и средних концентрациях (25, 50 и 100 мМ) в среде культивирования стимулировал накопление сухой биомассы в течение первых 7 сут выращивания в среднем в 1,3 раза по сравнению с контролем (стандартной средой Рудика). Через 12 сут инкубации стимуляция составила в среднем 33 % при использовании 25 и 50 мМ соли. Содержание белка в расчете на сухой вес падало, составляя в среднем 70 % от контроля на 7-е сутки инкубации при использовании 50–300 мМ соли и 55 % на 12-е сутки при концентрации соли 100–300 мМ. При выращивании водоросли в течение 7 сут на растворах, содержащих NaCl, падало и общее содержание фотосинтетических пигментов – хлорофиллов (Хл) а и b, а также каротиноидов – неоксантина, виолаксантина, лютеина и β-каротина. Хл b оказался более устойчивым к засолению по сравнению с Хл а. Из всех пигментов наибольшее отрицательное воздействие NaCl оказывал на β-каротин. Стрессовые условия, создаваемые NaCl, приводили к генерации АФК. В частности, через 7 сут культивирования общее содержание АФК в варианте «NaCl-100» в 1,7 раза превышало таковое в контрольной культуре и в 3,0 раза было выше контроля в 12-суточной культуре. Отмечено существенное положительное влияние засоления на содержание астаксантина. Максимальный эффект наблюдали при использовании 100 мМ NaCl. Через 7 сут инкубации содержание астаксантина превышало контрольные показатели в 2,8 раза, а через 12 сут – в 20,5 раза. Количество клеток водоросли через 7 сут инкубации в варианте «NaCl-100» уменьшалось в среднем на 33 %, в то время как диаметр клеток возрастал на 29 %.

1. Optimization of biomass, total carotenoids and astaxanthin production in Haematococcus pluvialis Flotow strain Steptoe (Nevada, USA) under laboratory conditions / A. Cifuentes [et al.] // Biol. Res. – 2003. – Vol. 36, N 3–4. – P. 343–357. https://doi.org/10.4067/s0716-97602003000300006

2. Aburai, N. Effect of light level and salinity on the composition and accumulation of free and ester-type carotenoids in the aerial microalga Scenedesmus sp. (Chlorophyceae) / N. Aburai, D. Sumida, K. Abe // Algal Res. – 2015. – Vol. 8. – P. 30–36. https://doi.org/10.1016/j.algal.2015.01.005

3. High-light and sodium chloride stress differentially regulate the biosynthesis of astaxanthin in Chlorella zofingiensis (Chlorophyceae) / Y. Li [et al.] // J. of Phycology. – 2009. – Vol. 45, N 3. – P. 635–641. https://doi.org/10.1111/j.1529-8817.2009.00689.x

4. He, P. Astaxanthin accumulation in the green alga Haematococcus pluvialis: effects of cultivation parameters / P. He, J. Duncan, J. Barber // J. of Integrative Plant Biology. – 2007. – Vol. 49, N 4. – P. 447–451. https://doi.org/10.1111/j.1744-7909.2007.00468.x

5. Study on the effect of salt concentration on growth and astaxanthin accumulation of microalga Haematococcus pluvialis as the initial basis for two phase culture of astaxanthin production / L.T. Tam [et al.] // TAP CHI SINH HOK. – 2012. – Vol. 34, N 2. – P. 213–223. https://doi.org/10.15625/0866-7160/v34n2.964

6. Kobayashi, M. Light-independent, astaxanthin production by the green microalga Haematococcus pluvialis under salt stress / M. Kobayashi, Y. Kurimura, Y. Tsuji // Biotechnol. Lett. – 1997. – Vol. 19, N 6. – P. 507–509. https://doi.org/10.1023/ A:1018372900649

7. Astaxanthin production from the green alga Haematococcus pluvialis with different stress conditions / B. Cordero [et al.] // Biotechnol. Lett. – 1996. – Vol. 18, N 2. – P. 213–218. https://doi.org/10.1007/BF00128682

8. Effect of flashing light emitting diodes on cell growth and astaxanthin production of Haematococcus pluvialis / T. Katsuda [et al.] // J. Bioscience Bioegineering. – 2006. – Vol. 102, N 5. – P. 442–446. https://doi.org/10.1263/jbb.102.442

9. Changes in pigment profile in the green alga Haematococcus pluvialis exposed to environmental stresses / S. Boussiba [et al.] // Biotechnol. Lett. – 1999. – Vol. 21, N 7. – P. 601–604. https://doi.org/10.1023/A:1005507514694

10. Shimidzu, N. Carotenoids as singlet oxygen quenchers in marine organisms / N. Shimidzu, M. Goto, W. Miki // Fisheries Science. – 1996. – Vol. 62, N 1. – P. 134–137. https://doi.org/10.2331/fishsci.62.134

11. Astaxanthin, a carotenoid with potential in human health and nutrition / G. Hussein [et al.] // J. of Natural Products. – 2006. – Vol. 69, N 3. – P. 443–449. https://doi.org/10.1021/np050354+

12. Guerin, M. Haematococcus astaxanthin: applications for human health and nutrition / M. Guerin, M. E. Huntley, M. Olaizola // Trends Biotechnol. – 2003. – Vol. 21, N 5. – P. 210–216. https://doi.org/10.1016/s0167-7799(03)00078-7

13. Johnson, E. A. Microbial carotenoids / E. A. Johnson, W. A. Schroeder // Downstream Processing Biosurfactants Carotenoids / ed. A. Flechter. – Berlin, 1995. – P. 119–178.

14. Krishna, K. B. Secondary carotenoid production in green algae / K. B. Krishna, P. Mohanty // J. Sci. Ind. Res. – 1998. – Vol. 57, N 2. – P. 51–63.

15. Higuera-Ciapara, I. Astaxanthin: a review of its chemistry and applications / I. Higuera-Ciapara, L. Félix-Valenzuela, F. Goycoolea // Critical Rev. in Food Science and Nutrition. – 2006. – Vol. 46, N 2. – P. 185–196. https://doi.org/10.1080/ 10408690590957188

16. Yuan, J.-P. Identification of astaxanthin isomers in Haematococcus lacustris by HPLC-photodiode array detection / J.-P. Yuan, F. Chen // Biotechnol. Tech. – 1997. – Vol. 11, N 7. – P. 455–459. https://doi.org/10.1023/A:1018441411746

17. Каталог генетического фонда хозяйственно полезных видов водорослей / сост. : С. С. Мельников [и др.]. – Минск : Беларус. навука, 2011. – 101 с.

18. Влияние 5-аминолевулиновой кислоты на продуктивность и пигментный состав водоросли Haematococcus pluvialis / Н. Г. Аверина [и др.]. // Вес. Нац. акад. Беларусi. Сер. бiял. навук. – 2017. – № 4. – С. 21–32.

19. Bradford, M. A. Rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding / M. A. Bradford // Anal. Biochem. – 1976. – Vol. 72, N 1–2. – P. 248–254. https://doi.org/10.1006/ abio.1976.9999

20. Jambunathan, N. Determination and detection of reactive oxygen species (ROS), lipid peroxidation, and electrolyte leakage in plants / N. Jambunathan // Plant stress tolerance. Methods and protocols / ed. R. Sunkar. – London, 2010. – P. 291–297.

21. Yuan, J.-P. Hydrolysis kinetics of astaxanthin esters and stability of astaxanthin of Haematococcus pluvialis during saponification / J.-P. Yuan, F. Chen // J. Agric. Food. Chem. – 1999. – Vol. 47, N 1. – P. 31–35. https://doi.org/10.1021/jf980465x

22. Рокицкий, П. Ф. Биологическая статистика / П. Ф. Рокицкий. – 3-е изд., испр. – Минск : Вышэйш. шк., 1973. – 320 с.

23. Harker, M. Factors responsible for astaxanthin formation in the chlorophyte Haematococcus pluvialis / M. Harker, A. J. Tsavalos, A. J. Young // Bioresource Technology. – 1996. – Vol. 55, N 3. – P. 207–214. https://doi.org/10.1016/0960-8524(95) 00002-x

24. Boussiba, S. Astaxanthin accumulation in the green alga Haematococcus pluvialis / S. Boussiba, A. Vonshak // Plant and Cell Physiology. – 1991. – Vol. 32, N 7. – P. 1077–1082. https://doi.org/10.1093/oxfordjournals.pcp.a078171

25. Regulation of carotenoid biosynthetic genes expression and carotenoid accumulation in the green algae Haematococcus pluvialis under nutrient stress conditions / R. Vidhyavathi [et al.] // J. Exp. Bot. – 2008. – Vol. 59, N 6. – P. 1409–1418. https://doi.org/10.1093/jxb/ern048

26. Гордеева, И. В. Влияние низких концентраций раствора NaCl на прорастание семян Hordeum vulgare L. / И. В. Гордеева // Междунар. науч.-исслед. журн. – 2016. – Вып. 12 (54), ч. 1. – С. 14–17.

27. Гордеева, И. В. Влияние низких концентраций хлорида натрия на всхожесть семян и развитие проростков гликофитных растений (на примере Fagopyrum esculentum) / И. В. Гордеева // Сахаровские чтения 2017 года: экологические проблемы XXI века : материалы 17-й Междунар. науч. конф., 18–19 мая 2017 г., г. Минск : в 2 ч. / ред. : С. А. Маскевич (гл. ред.) [и др.]. – Минск, 2017. – Ч. 2. – C. 22–24.

28. Аверина, Н. Г. Механизмы формирования устойчивости растений ячменя к солевому стрессу под действием 5-аминолевулиновой кислоты / Н. Г. Аверина [и др.] // Физиология растений. – 2010. – Т. 57, № 6. – С. 849–856.

29. Влияние солевого стресса на систему биосинтеза гема в альбино-ткани растений ячменя (Hordeum vulgare), обработанных стрептомицином / Н. Г. Аверина [и др.] // Вес. Нац. акад. навук Беларусi. Сер. біял. навук. – 2011. – № 1. – С. 62–66.

30. Формирование устойчивости этиолированных проростков огурца (Cucumis sativus L.) к солевому стрессу / С. Л. Чирук [и др.] // Актуальные проблемы экологии : материалы VII Междунар. науч.-практ. конф., Гродно, 26– 28 окт. 2011 г. / редкол. : Н. П. Канунникова (отв. ред.) [и др.]. – Гродно, 2011. – С. 226–228.

31. Steinbrenner, J. Regulation of two carotenoid biosynthesis genes coding for phytoene synthase and carotenoid hydrolase during stress-induced astaxanthin formation in the green algae Haematococcus pluvialis / J. Steinbrenner, H. Linden // Plant Physiology. – 2001. – Vol. 125, N 2. – P. 810–817. https://doi.org/10.1104/pp.125.2.810

32. Аверина, Н. Г. Молекулярные механизмы регуляции нитратредуктазы экзогенной 5-аминолевулиновой кислотой в проростках ячменя, выращенных в условиях засоления хлоридом натрия / Н. Г. Аверина, З. Бейзаи, Р. А. Щербаков // Докл. Нац. акад. наук Беларуси. – 2015. – Т. 59, № 4. – С. 95–101.

33. Beyzaei, Z. Involvement of nitrate reductase in the ameliorating effect of 5-aminolevulinic acid on NaCl-stressed barley seedlings / Z. Beyzaei, N. G. Averina, R. A. Sherbakov // Acta Physiologiae Plantarum. – 2015. – Vol. 37, N 2. – Art. 11. https://doi.org/10.1007/s11738-014-1752-0

34. Mechanism of salt stress inducing astaxanthin synthesis / O. Dong [et al.] // Chem. Engineering. – 2007. – Vol. 35, N 1. – P. 45–47.

35. Metabolite profiling and integrative modeling reveal metabolic constraints for carbon partitioning under nitrogen starvation in the green algae Haematococcus pluvialis / L. Recht [et al.] // J. Biol. Chem. – 2014. – Vol. 289, N 44. – P. 30387– 30403. https://doi.org/10.1074/jbc.m114.555144

36. Аверина, Н. Г. Биосинтез тетрапирролов в растениях / Н. Г. Аверина, Е. Б. Яронская. – Минск : Беларус. навука, 2012. – 413 с.

37. Boussiba, S. Changes in pigments profile in the green alga Haematococcus pluvialis exposed to environmental stresses / S. Boussiba [et al.] // Biotechnol. Lett. – 1999. – Vol. 21, N 7. – P. 601–604. https://doi.org/10.1023/A:1005507514694

38. Huang, J.-C. Stress-related differential expression of multiple β-carotene ketolase genes in the unicellular green alga Haematococcus pluvialis / J.-C. Huang, F. Chen, G. Sandmann // J. Biotechnol. – 2006. – Vol. 122, N 2. – P. 176–185. https:// doi.org/10.1016/j.jbiotec.2005.09.002

39. Kumar, C. Studies on production potential of astaxanthin by Haematococcus pluvialis : Ph. D. thesis / C. Kumar. – New Delhi, 2014. – 170 p.