Идентификация и молекулярная характеристика белорусских изолятов фитоплазмы яблони
https://doi.org/10.29235/1029-8940-2021-66-1-88-97
Аннотация
Для выявления фитоплазмы яблони в осенний период наиболее подходящими образцами для диагностических исследований являются корни, а при наличии ярко выраженных характерных симптомов («ведьмины метлы») можно использовать симптоматичные побеги.
Методы полимеразной цепной реакции (ПЦР) в реальном времени с праймерами Phyto-F/Phyto-R и зондом Phyto-P и гнездовой ПЦР с праймерами P1/Tint и fO1/rO1 позволяют диагностировать Candidatus Phytoplasma mali с высокой степенью чувствительности и воспроизводимости.
Сравнение нуклеотидных последовательностей белорусских изолятов с последовательностями, представленными в EMBL/GenBank, показало, что все белорусские изоляты фитоплазмы, выявленные на растениях яблони сортов Алеся, Сябрына, Память Сикоры, относятся к виду Candidatus Phytoplasma mali. Нуклеотидные последовательности помещены в международную базу данных (EMBL/GenBank) с присвоением идентификационных номеров (LR701160, LR701188, LR701436, LR701155, LR701438, LR701439, LR701440). Идентичность нуклеотидных последовательностей фрагмента 16S rRNA гена белорусских образцов Ca. P. mali варьировалась от 99,7 до 100,0 %, участка hflB гена - от 99,6 до 100,0 %.
Об авторах
Т. Н. БожидайБеларусь
Божидай Татьяна Николаевна — кандтдат биологических наук, старший научный сотрудник.
Ул. Ковалева, 2, 223013, а/г Самохваловичи, Минский район
Е. В. Колбанова
Беларусь
Колбанова Елена Вячеславовна — кандтдат биологических наук, доцент, заведующий лабораторией.
Ул. Ковалева, 2, 223013, а/г Самохваловичи, Минский район
Н. В. Кухарчик
Беларусь
Кухарчик Наталья Валерьевна — доктор сельскохозяйственных наук, профессор, заведующий отделом.
Ул. Ковалева, 2, 223013, а/г Самохваловичи, Минский район
Список литературы
1. Seemuller, E. ‘Candidatus Phytoplasma mali’, ‘Candidatus Phytoplasma pyri’ and ‘Candidatus Phytoplasma prunorum’, the causal agents of apple proliferation, pear decline and European stone fruit yellows, respectively / E. Seemuller, B. Schneider // Int. J. System. Evol. Microbiol. - 2004. - Vol. 54. - P. 1217-1226. https://doi.org/10.1099/ijs.0.02823-0
2. Revised classification scheme of phytoplasmas based on RFLP analyses of 16S rRNA and ribosomal protein gene sequences / I.-М. Lee [et al.] // Int. J. System. Bacteriol. - 1998. - Vol. 48, N 4. - P. 1153-1169. https://doi.org/10.1099/00207713-48-4-1153
3. PM 7/62 (2) ‘Candidatus phytoplasmas mali’, ‘Ca. P. pyri’ and ‘Ca. P. prunorum’ // EPPO Bull. - 2017. - Vol. 47, N 2. - P. 146-163. https://doi.org/10.1111/epp.12380
4. Maejima, K. Exploring the phytoplasmas, plant pathogenic bacteria / K. Maejima, K. Oshima, Sh. Namba // J. Gen. Plant Pathol. - 2014. - Vol. 80, N 3. - P. 210-221. https://doi.org/10.1007/s10327-014-0512-8
5. Eben, A. Innovative vector control [Electronic resource] / A. Eben, J. Gross // New perspectives in phytoplasma disease management / COST action FA0807 Workshop. - Barcelona, Spain, 2013. - P. 38-40. - Mode of access : http://costphytoplasma.ipwgnet.org/PDF%20files/BOOK%20COST%20BCN%202013%20080313web.pdf. - Date of access : 02.03.2019.
6. Bertaccini, A. Phytoplasma and phytoplasma diseases: a review of recent research / А. Bertaccini, B. Duduk // Phytopathologia Mediterranea. - 2009. - Vol. 48, N 3. - P. 355-378.
7. Marzachi, C. Molecular diagnosis of phytoplasmas / C. Marzachi // Arab J. Plant Protection. - 2006. - Vol. 24, N 2. - P. 139-142.
8. Berges, R. Range of phytoplasma concentration in various hosts as determined by competitive polymerase chain reaction / R. Berges, M. Rott, E. Seemuller // Phytopathology. - 2000. - Vol. 90, N 10. - P 1145-1152. https://doi.org/10.1094/PHYTO.2000.90.10.1145
9. Constable, F. E. Seasonal distribution of phytoplasmas in Australian grapevines / F. E. Constable, K. S. Gibb, R. H. Symons // Plant Pathol. - 2003. - Vol. 52, N 3. - P. 267-276. https://doi.org/10.1046/j.1365-3059.2003.00849.x
10. Seasonal detection of pear decline phytoplasma by nested-PCR in different pear cultivars / M. Garcia-Chapa [et al.] // Plant Pathol. - 2003. - Vol. 52, N 4. - P. 513-520. https://doi.org/10.1046/j.1365-3059.2003.00868.x
11. Spatiotemporal distribution of flavescence doree phytoplasma in grapevine / N. Prezelj [et al.] // Plant Pathol. - 2012. - Vol. 62, N 4. - P. 760-766. https://doi.org/10.1111/j.1365-3059.2012.02693.x
12. Distribution of phytoplasmas in infected plants as revealed by real-time PCR and bioimaging / N. M. Christensen [et al.] // Molecular Plant - Microbe Interactions. - 2004. - Vol. 17, N 11. - P. 1175-1184. https://doi.org/10.1094/MPMI.2004.17.11.1175
13. Phytoplasma-specific PCR primers based on sequences of the 16S-23S rRNA spacer region / C. D. Smart [et al.] // Appl. Environ. Microbiol. - 1996. - Vol. 62, N 8. - P. 2988-2993. https://doi.org/10.1128/aem.62.8.2988-2993.1996
14. Detection of the apple proliferation and pear decline phytoplasmas by PCR amplification of ribosomal and nonribosomal DNA / K. H. Lorenz [et al.] // Phytopathology. - 1995. - Vol. 85. - P. 771-776. https://doi.org/10.1094/Phyto-85-771
15. Deng, S. Amplification of 16S rRNA genes from culturable and nonculturable mollicutes / S. Deng, C. Hiruki // J. Microbiol. Meth. - 1991. - Vol. 14, N 1. - P. 53-61. https://doi.org/10.1016/0167-7012(91)90007-D
16. Molecular and diagnostic procedures in mycoplasmology / ed. : S. Razin, J. G. Tully. - San Diego : Academic Press, 1995. - 483 p.
17. Gundersen, D. E. Ultrasensitive detection of phytoplasmas by nested-PCR assays using two universal primer pairs / D. E. Gundersen, I.-M. Lee // Phytopathologia Mediterranea. - 1996. - Vol. 35, N 3. - P. 144-151.
18. Detection of multiple phytoplasmas in perennial fruit trees with decline symptoms in Italy / I. M. Lee [et al.] // Phytopathology. - 1995. - Vol. 85. - P. 728-735. https://doi.org/10.1094/Phyto-85-728
19. Schneider, B. Strain differentiation of ‘Candidatus Phytoplasma mali’ by SSCP and sequence analyses of the hflB gene / B. Schneider, E. Seemuller // J. Plant Pathol. - 2009. - Vol. 91, N 1. - P. 103-112.
20. Schaper, U. Condition of the phloem and the persistence of mycoplasmalike organisms associated with apple proliferation and pear decline / U. Schaper, E. Seemuller // Phytopathology. - 1982. - Vol. 72. - P. 736-742. https://doi.org/10.1094/Phyto-72-736
21. Green, M. J. Easy and efficient DNA extraction from woody plants for the detection of phytoplasmas by polymerase chain reaction / M. J. Green, D. A. Thompson, D. J. MacKenzie // Plant Disease. - 1999. - Vol. 83, N 5. - P. 482-485. https://doi.org/10.1094/PDIS.1999.83.5.482
22. Waterworth, H. E. An Assessment of nested PCR to detect phytoplasmas in imported dormant buds and internodal tissues of quarantined tree fruit germ plasm / H. E. Waterworth, R. Mock // Plant Dis. - 1999. - Vol. 83, N 11. - P. 1047-1050. https://doi.org/10.1094/PDIS.1999.83.11.1047