Изменение уровня экспрессии генов, кодирующих системы стрессового ответа, в корнях Arabidopsis thaliana (L.) Heynh. под действием токсических уровней Ni²⁺ в среде и влияние на него экзогенного L-гистидина

Никель является для высших растений эссенциальным трэйс-элементом, входящим в состав уреазы, глиоксилаз и ряда гидрогеназ. Однако в высоких концентрациях данный металл подавляет рост и развитие растений. Токсичные для растений уровни Ni²⁺ (>10^–5 М) характерны для почв, сформированных из вулканических пород, вблизи горнодобывающих и металлургических комбинатов, свалок, мест захоронения отходов. Повышенное содержание уровня никеля в почвах зарегистрировано и на некоторых территориях Беларуси. В представленной работе исследовано воздействие диапазона токсических концентраций Ni²⁺ (0,3–2 ммоль/л NiCl₂) на экспрессию ряда важнейших генов стрессового ответа у модельных растений Arabidopsis thaliana (L.) Heynh., а также влияние на этот процесс природного защитного агента растений – L-гистидина (Гис), усиленно синтезируемого растениями при никелевом стрессе и способного связывать Ni²⁺. В ходе проведенных опытов с использованием метода полимеразной цепной реакции в реальном времени (ПЦР-РВ) было обнаружено, что введение Ni²⁺ в культивационную среду вызывало дозозависимое увеличение относительной экспрессии генов, кодирующих глутатионредуктазу (GR1), НАДФН-оксидазу (RBOHC), Са²⁺-зависимую протеинкиназу (CPK6), каталазу (CAT2) и наружу-выпрямляющий К⁺-канал (GORK1). Максимальное увеличение наблюдалось при обработке 2 ммоль/л Ni²⁺ и составляло 5,9; 5,0; 3,0; 2,8 и 2,2 раза для транскриптов RBOHC, GR1, CPK6, CAT2 и GORK1 соответственно. В случае генов поли(АДФ-рибоза)-полимеразы (PARP1), циклина В2 (CYCB2) и Cu/Zn-супероксиддисмутазы (CSD2) уровень транскриптов возрастал при низких уровнях Ni²⁺, а затем снижался при его более высоких уровнях в среде. Введение Гис совместно с Ni²⁺ предотвращало Ni²⁺-индуцированное изменение экспрессии генов. Таким образом, в работе продемонстрировано, что растения A. thaliana отвечают на избыток Ni²⁺ индукцией экспрессии ферментативных антиоксидантов, белков редокс- и Са²⁺-опосредуемой клеточной сигнализации, а также модификацией систем контроля деления и репликации ДНК; данный эффект находится под контролем экзогенного Гис.

1. Bergmann, W. Nutritional Disorders of Plants: Development, Visual and Analytical Diagnosis / W. Bergman. – Stuttgart: Gustav Fischer Verlag, 1992. – 741 p.

2. Nagajyoti, P. C. Heavy metals, occurrence and toxicity for plants: a review / P. C. Nagajyoti, K. D. Lee, T. V. M. Sreekanth // Environmental Chemistry Letters. – 2010. – Vol. 8, N 3. – P. 199–216. https://doi.org/10.1007/s10311-010-0297-8

3. Barker, A. V. Handbook of Plant Nutrition / A. V. Barker, D. J. Pilbeam. – 2nd ed. – Boca Raton: CRC Press, 2015. – 773 p.

4. Nickel; whether toxic or essential for plants and environment – A review / B. Shahzad, M. Tanveer, A. Rehman [et al.] // Plant Physiology and Biochemistry. – 2018. – Vol. 132. – P. 641–651. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2018.10.014

5. Dalir, N. Root uptake and translocation of nickel in wheat as affected by histidine / N. Dalir, A. H. Khoshgoftarmanesh // Journal of Plant Physiology. – 2015. – Vol. 184. – P. 8–14. https://doi.org/10.1016/j.jplph.2015.05.017

6. Мацкевич, В. С. Механизм трансмембранного и дальнего транспорта никеля в высших растениях / В. С. Мацкевич, В. В. Демидчик // Экспериментальная биология и биотехнология. – 2023. – № 2. – С. 4–29.

7. Welch, R. M. Breeding for micronutrients in staple food crops from a human nutrition perspective / R. M. Welch, R. D. Graham // Journal of Experimental Botany. – 2004. – Vol. 55, N 396. – P. 353–364. https://doi.org/10.1093/jxb/erh064

8. Состояние природной среды Беларуси: экологич. бюл. / Е. И. Громадская, Д. В. Цубленок, М. В. Водейко [и др.]; под общ. ред. Е. И. Громадской. – Мн.: РУП «ЦНИИКИВР», 2024. – 196 с.

9. Состояние природной среды Беларуси: экол. бюл. 2013 г. / под ред. В. Ф. Логинова. – Мн.: Ин-т природопользования Нац. акад. наук Беларуси, 2014. – 361 с.

10. Толкач, Г. В. Содержание химических элементов в почвах на территории фермерских (крестьянских) хозяйств Брестского района / Г. В. Толкач, С. С. Позняк // Экологический вестник. – 2015. – № 3. – С. 79–88.

11. Состояние природной среды Беларуси: экол. бюл. / Е. И. Громадская, Д. В. Цубленок, М. В. Водейко [и др.]; под общ. ред. Е. И. Громадской. – Мн.: ЦНИИКИВР, 2023. – 151 с.

12. Национальная система мониторинга окружающей среды в Республике Беларусь: результаты наблюдений, 2021 год / под общ. ред. М. И. Лемутовой. – Мн.: Респ. центр по гидрометеорологии, контролю радиоактив. загрязнения и мониторингу окружающей среды, 2022. – 556 с.

13. Marschner, H. Mineral Nutrition of Higher Plants. / H. Marschner; ed. P. Marschner. – 3rd ed. – London: Academic Press, 2012. – 684 p.

14. Alfalahi, A. O. Nanonutrients: Plant Nutritive and Possible Antioxidant Regulators / A. O. Alfalahi, F. W. Abdulqahar // Nanobiotechnology / eds.: J. M. Al-Khayri, M. I. Ansari, A. K. Singh. – Cham, 2021. – Ch. 21. – P. 471–498. https://doi.org/10.1007/978-3-030-73606-4_21

15. Hanikenne, M. Metal hyperaccumulation and hypertolerance: a model for plant evolutionary genomics / M. Hanikenne, C. Nouet // Current Opinion in Plant Biology. – 2011. – Vol. 14, N 3. – P. 252–259. https://doi.org/10.1016/j.pbi.2011.04.003

16. Nickel in Soils and Plants / eds.: C. Tsadilas, J. Rinklebe, M. Selim. – Boca Raton: CRC Press, 2018. – 432 p.

17. Ингибирование ростовых процессов и индукция запрограммированной клеточной гибели в корне Helianthus annuus L. под действием ионов никеля и никель-гистидиновых комплексов / В. С. Мацкевич, А. А. Шикер, С. Н. Звонарев [и др.] // Журнал Белорусского государственного университета. Биология. – 2020. – № 1. – С. 11–19.

18. L-histidine makes Ni2+ ‘visible’ for plant signalling systems: Shading the light on Ni2+-induced Ca2+ and redox signalling in plants / V. Mackievic, Y. Li, P. Hryvusevich [et al.] // Plant Physiology and Biochemistry. – 2025. – Vol. 220. – Art. 109227. https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2024.109227

19. Physiological, biochemical and transcriptomic responses of Medicago sativa to nickel exposure / S. Helaoui, I. Boughattas, S. Hattab [et al.] // Chemosphere. – 2020. – Vol. 249. – Art. 126121. https://doi.org/10.1016/j.chemosphere.2020.126121

20. Transient influx of nickel in root mitochondria modulates organic acid and reactive oxygen species production in nickel hyperaccumulator Alyssum murale / B. Agrawal, K. J. Czymmek, D. L. Sparks, H. P. Bais // Journal of Biological Chemistry. – 2013. – Vol. 288, N 10. – P. 7351‒7362. https://doi.org/10.1074/jbc.m112.406645

21. Yemets, A. Cadmium, nickel, copper, and zinc influence on microfilament organization in Arabidopsis root cells / A. Yemets, I. Horiunova, Y. Blume // Cell Biology International. – 2021. – Vol. 45, N 1. – P. 211–226. https://doi.org/10.1002/cbin.11485

22. Nickel Toxicity Targets Cell Wall-Related Processes and PIN2-Mediated Auxin Transport to Inhibit Root Elongation and Gravitropic Responses in Arabidopsis / A. Lešková, M. Zvarík, T. Araya, R. F. H. Giehl // Plant Cell Physiology. – 2020. – Vol. 61, N 3. – Р. 519–535. https://doi.org/10.1093/pcp/pcz217

23. Genome-wide identification and testing of superior reference genes for transcript normalization in Arabidopsis / T. Czechowski, M. Stitt, T. Altmann [et al.] // Plant Physiology. – 2005. – Vol. 139, N 1. – Р. 5–17. https://doi.org/10.1104/pp.105.063743

24. The combined effect of uranium and gamma radiation on biological responses and oxidative stress induced in Arabidopsis thaliana / N. Vanhoudt, H. Vandenhove, N. Horemans [et al.] // Journal of Environmental Radioactivity. – 2010. – Vol. 101, N 11. – Р. 923–930. https://doi.org/10.1016/j.jenvrad.2010.06.008

25. Differential innate immune signalling via Ca2+ sensor protein kinases / M. Boudsocq, M. R. Willmann, M. McCormack [et al.] // Nature. – 2010. – Vol. 464, N 7287. – Р. 418–422. https://doi.org/10.1038/nature08794

26. Seregin, I. V. Physiological role of nickel and its toxic effects on higher plants / I. V. Seregin, A. D. Kozhevnikova // Russian Journal of Plant Physiology. – 2006. – Vol. 53, N 2. – P. 257–277. https://doi.org/10.1134/s1021443706020178

27. A Comprehensive Review on the Heavy Metal Toxicity and Sequestration in Plants / R. Riyazuddin, N. Nisha, B. Ejaz [et al.] // Biomolecules. – 2022. – Vol. 12, N 1. – Art. 43. https://doi.org/10.3390/biom12010043

28. Histidine as a metal chelator in plants that accumulate nickel / U. Krämer, J. D. Cotter-Howells, J. M. Charnock [et al.] // Nature. – 1996. – Vol. 379, N 6566. – P. 635‒638. https://doi.org/10.1038/379635a0

29. Constitutively High Expression of the Histidine Biosynthetic Pathway Contributes to Nickel Tolerance in Hyperaccumulator Plants / R. A. Ingle, S. T. Mugford, J. D. Rees [et al.] // Plant Cell. – 2005. – Vol. 17, N 7. – P. 2089–2106. https://doi.org/10.1105/tpc.104.030577

30. Demidchik, V. Mechanisms of oxidative stress in plants: From classical chemistry to cell biology / V. Demidchik // Environmental and Experimental Botany. – 2015. – Vol. 109. – P. 212–228. https://doi.org/10.1016/j.envexpbot.2014.06.021

31. Reactive oxygen species produced by NADPH oxidase regulate plant cell growth / J. Foreman, V. Demidchik, J. H. F. Bothwell [et al.] // Nature. – 2003. – Vol. 422, N 6930. – P. 442–446. https://doi.org/10.1038/nature01485

32. Stress-induced electrolyte leakage: the role of K+-permeable channels and involvement in programmed cell death and metabolic adjustment / V. Demidchik, D. Straltsova, S. S. Medvedev [et al.] // Journal of Experimental Botany. – 2014. – Vol. 65, N 5. – P. 1259–1270. https://doi.org/10.1093/jxb/eru004

33. Arabidopsis calcium-dependent protein kinase CPK6 regulates drought tolerance under high nitrogen by the phosphorylation of NRT1.1 / Q. Ma, Ch. Zhao, Sh. Hu, K. Zuo // Journal of Experimental Botany. – Vol. 74, N 18. – P. 5682–5693. https://doi.org/10.1093/jxb/erad277

34. Evidence of a significant role of glutathione reductase in the sulfur assimilation pathway / A. Cohen, Y. Hacham, Y. Welfe [et al.] // The Plant Journal. – 2020. – Vol. 102, N 2. – P. 246–261. https://doi.org/10.1111/tpj.14621

35. Cell cycle function of a rice B2-type cyclin interacting with a B-type cyclin-dependent kinase / J. Lee, A. Das, M. Yamaguchi [et al.] // The Plant Journal. – 2003. – Vol. 34, N 4. – P. 417–425. https://doi.org/10.1046/j.1365-313x.2003.01736.x

36. The role of NADPH oxidases in regulating leaf gas exchange and ion homeostasis in Arabidopsis plants under cadmium stress / C. Hafsi, A. M. Collado-Arenal, H. Wang [et al.] // Journal of Hazardous Materials. – 2022. – Vol. 429. – Art. 128217. https://doi.org/10.1016/j.jhazmat.2022.128217

37. Glutathione Is a Key Player in Metal-Induced Oxidative Stress Defenses / M. Jozefczak, T. Remans, J. Vangronsveld, A. Cuypers // International Journal of Molecular Sciences. – 2012. – Vol. 13, N 3. – P. 3145–3175. https://doi.org/10.3390/ijms13033145

38. Arabidopsis GLUTATHIONE REDUCTASE1 Plays a Crucial Role in Leaf Responses to Intracellular Hydrogen Peroxide and in Ensuring Appropriate Gene Expression through Both Salicylic Acid and Jasmonic Acid Signaling Pathways / A. Mhamdi, J. Hager, S. Chaouch [et al.] // Plant Physiology. – 2010. – Vol. 153, N 3. – P. 1144–1160. https://doi.org/10.1104/pp.110.153767

39. Grill, E. Phytochelatins: The Principal Heavy-Metal Complexing Peptides of Higher Plants / E. Grill, E.-L. Winnacker, M. H. Zenk // Science. – 1985. – Vol. 230, N 4726. – P. 674–676. https://doi.org/10.1126/science.230.4726.674

40. Chen, J. Characterization of phytochelatin synthase from tomato / J. Chen, J. Zhou, P. B. Goldsbrough // Physiologia Plantarum. – 1997. – Vol. 101, N 1. – P. 165–172. https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.1997.tb01833.x