Методика биохимической модификации поверхности стекла для изготовления белковых микрочипов

Белковый микрочип – универсальный инструмент для единовременной диагностики широкого спектра заболеваний человека. Для изготовления микрочипа на подложке иммобилизируют белковые молекулы. Одним из самых распространенных и доступных типов подложек является стекло, однако, поскольку стеклянная поверхность не содержит функциональных групп, которые обеспечивали бы надежное связывание с белками, требуется ее модификация.

Целью данной работы являлась разработка методики химической модификации стеклянной поверхности для изготовления белковых микрочипов. В процессе разработки методики варьировали следующие параметры: растворитель для 3-аминопропилтриэтоксисилана, время проведения реакции силанизации, концентрация глутарового альдегида, состав буфера для печати целевого белка (меченного флуорохромом аллофикоцианином анти-IgE человека) на модифицированную поверхность. Об эффективности иммобилизации белковых молекул судили по интенсивности флуоресценции спотов. В результате исследований установлено отсутствие влияния растворителя для 3-аминопропилтриэтоксисилана на эффективность иммобилизации целевого белка на модифицированной поверхности и определено оптимальное время проведения реакции силанизации ‒ 60 мин, а также показано, что оптимальная концентрация глутарового альдегида – 2,5 % (v/v), а оптимальный состав буфера для печати – фосфатно-солевой буфер с добавлением 4 % (v/v) глицерина. Предложенная методика обеспечивает эффективную иммобилизацию белков, что продемонстрировано на примере флуоресцентно-меченых антител. В дальнейшем планируется использовать данную методику для изготовления белковых микрочипов для аллергодиагностики c целью выявления специфических IgE в сыворотке крови пациентов.

1. Interferometric silicon biochips for label and label-free DNA and protein microarrays / M. Cretich [et al.] // Proteomics. ‒ 2012. ‒ Vol. 12, N 19‒20. ‒ P. 2963–2977. https://doi.org/10.1002/pmic.201200202

2. Wilson, D. S. Functional protein microarrays / D. S. Wilson, S. Nock // Curr. Opin. Chem. Biol. ‒ 2002. ‒ Vol. 6, N 1. ‒ P. 81–85. https://doi.org/10.1016/S1367-5931(01)00281-2

3. Preparation of substrates for microarray protein chips with different ending functional groups / A. Shiue [et al.] // J. Immunol. Methods. ‒ 2022. ‒ Vol. 502. ‒ Art. 113218. https://doi.org/10.1016/j.jim.2022.113218

4. Hall, D. Protein microarray technology / D. Hall, J. Ptacek, M. Snyder // Mech. Ageing Dev. ‒ 2007. ‒ Vol. 128, N 1. ‒ P. 161‒167. https://doi.org/10.1016/j.mad.2006.11.021

5. Reverse-phase protein microarrays for tissue-based analysis / R. Speer [et al.] // Curr. Opin. Mol. Ther. ‒ 2005. ‒ Vol. 7, N 3. ‒ P. 240–245.

6. The effect of uniform capture molecule orientation on biosensor sensitivity: Dependence on analyte properties / A. K. Trilling [et al.] // Biosens. Bioelectron. ‒ 2013. ‒ Vol. 40, N 1. ‒ P. 219–226. https://doi.org/10.1016/j.bios.2012.07.027

7. Schäferling, M. Protein microarrays: Surface chemistry and coupling schemes / M. Schäferling, D. Kambhampati [Electronic resource] // Protein Science Encyclopedia / A. R. Fersht (ed.). ‒ 2008. – Mode of access: https://doi.org/10.1002/9783527610754.fa04. – Date of access: 31.05.2024.

8. Surface modification strategies for biomedical applications: Enhancing cell-biomaterial interfaces and biochip performances / S. Roh [et al.] // BioChip J. ‒ 2023. ‒ Vol. 17. ‒ P. 174–191. https://doi.org/10.1007/s13206-023-00104-4

9. Optimization of printing buffer for protein microarrays based on aldehyde-modified glass slides / Y. Liu [et al.] // Front Biosci. ‒ 2007. ‒ Vol. 12, N 10. ‒ P. 3768‒3773. https://doi.org/10.2741/2350

10. Ramos-de-la-Peña, A. M. Protein A chromatography: challenges and progress in the purification of monoclonal antibodies / A. M. Ramos-de-la-Peña, J. González-Valdez, O. Aguilar // J. Sep. Sci. ‒ 2019. ‒ Vol. 42, N 9. ‒ P. 1816–1827. https://doi.org/10.1002/jssc.201800963