Влияние температурного шока на эффективность синтеза поверхностноактивных соединений бактериями Rhodococcus pyridinivorans 5Ap

В результате проведенного исследования установлено, что синтез поверхностно-активных соединений бактериями R. pyridinivorans 5Ар можно повысить путем воздействия на них кратковременным температурным шоком (55 °С в течение 20 мин) через 24 ч выращивания в минимальной солевой среде, содержащей мелассу (3 %) и гексадекан (2 %) (индекс эмульгирования увеличивается на 9 %). При данном режиме культивирования регистрировали активацию экспрессии генетических детерминант, которые кодируют глобальные регуляторы клеточного метаболизма и выполняют в том числе защитную функцию при стрессе. В частности, показано увеличение в 90,8 ра за количества мРНК, определяющей синтез альтернативного транскрипционного фактора SigH, а также генов, содержащих в промоторах сайты его связывания и кодирующих синтез кошаперона (ген fmdB), шаперона (ген hsp22.5) и тиоредоксинредуктазы (ген trxB) (соответственно в 59,3; 81,1 и 73,1 раза). Кроме того, показана активация транскрипции генов groEL1, groEL2 и dnaJ, обеспечивающая увеличение синтеза белков теплового шока (в 2,2; 2,6 и 4,4 раза соответственно). Полученные данные позволяют предположить, что увеличение синтеза альтернативного фактора сигма Н, активирующего защитный клеточный метаболизм, а также структурных белков теплового шока при кратковременном температурном стрессе приводит к возрастанию продукции поверхностно-активных соединений, что может быть использовано при оптимизации синтеза данных вторичных метаболитов для биотехнологического использования.

1. Rhodococcus: A promising genus of actinomycetes for the bioremediation of organic and inorganic contaminants / M. T. Nazari [et al.] // J. Environ. Management. – 2022. – Vol. 323 – Art. 116220. https://doi.org/10.1016/j.jenvman.2022.116220

2. da Rosa, C. F. C. Biosurfactant microfoam: Application in the removal of pollutants from soil / C. F. C. da Rosa, D. M. G. Freire, H. C. Ferraz // J. Environ. Chem. Eng. – 2015. – Vol. 3, N 1. – P. 89–94. https://doi.org/10.1016/j.jece.2014.12.008

3. Some aspects of heavy metals contamination remediation and role of biosurfactants / L. A. Sarubbo [et al.] // Chem. Ecol. – 2015. – Vol. 31, N 8. – P. 707–723. https://doi.org/10.1080/02757540.2015.1095293

4. Applications of biosurfactants in the petroleum industry and the remediation of oil spills / R. de C. F. S. Silva [et al.] // Int. J. Mol. Sci. – 2014. – Vol. 15, N 7. – P. 12523–12542. https://doi.org/10.3390/ijms150712523

5. Microbial biosurfactants as additives for food industries / J. M. Campos [et al.] // Biotechnol. Prog. – 2013. – Vol. 29, N 5. – P. 1097–1108. https://doi.org/10.1002/btpr.1796

6. Eminence of microbial products in cosmetic industry / P. L. Gupta [et al.] // Nat. Prod. Bioprospect. – 2019. – Vol. 9, N 4. – P. 267–278. https://doi.org/10.1007/s13659-019-0215-0

7. Biosurfactants: potential applications in medicine / L. Rodrigues [et al.] // J. Antimicrob. Chemother. – 2006. – Vol. 57, N 4. – P. 609–618. https://doi.org/10.1093/jac/dkl024

8. Statistical design, a powerful tool for optimizing biosurfactant production : a review / B. Bertrand [et al.] // Colloids and Interfaces. – 2018. – Vol. 2, N 3. – P. 36. https://doi.org/10.3390/colloids2030036

9. Ghribi, D. Improvement of bioinsecticides production through adaptation of Bacillus thuringiensis cells to heat treatment and NaCl addition / D. Ghribi, N. Zouari, S. Jaoua // J. Appl. Microbiol. – 2005. – Vol. 98, N 4. – P. 823–831. https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.2004.02490.x

10. Bukliarevich, H. A. Role of the structural and functional genes encoding heat shock proteins in biosurfactant synthesis by Rhodococcus pyridinivorans 5Ap / H. A. Bukliarevich, M. A. Titok // Microbiology. – 2023. – Vol. 92, N 3.

11. Transcriptomic and phenotypic analyses identify coregulated, overlapping regulons among PrfA, CtsR, HrcA, and the alternative sigma factors σB, σC, σH, and σL in Listeria monocytogenes / S. Chaturongakul [et al.] // Appl. Environ. Microbiol. – 2011. – Vol. 77, N 1. – P. 187–200. https://doi.org/10.1128/AEM.00952-10

12. Tian, Y. Overproduction of the Escherichia coli chaperones GroEL-GroES in Rhodococcus ruber improves the activity and stability of cell catalysts harboring a nitrile hydratase / Y. Tian, C. Yu, Z. Shen // J. Microbiol. Biotechnol. – 2016. – Vol. 26, N 2. – P. 337–346. https://doi.org/10.4014/jmb.1509.09084

13. A novel molecular chaperone GroEL2 from Rhodococcus ruber and its fusion chimera with nitrile hydratase for coenhanced activity and stability / Y. Chen [et al.] // Chem. Eng. Sci. – 2018. – Vol. 192 – P. 235–243. https://doi.org/10.1016/j.ces.2018.07.045

14. Pirog, T. P. Intensification of surfactant synthesis in Rhodococcus erythropolis EK-1 cultivated on hexadecane / T. P. Pirog, T. A. Shevchuk, I. A. Klimenko // Appl. Biochem. Microbiol. – 2010. – Vol. 46, N 6. – P. 599–606. https://doi.org/10.1134/S0003683810060074

15. Recovery of Rhodococcus biosurfactants using methyl tertiary-butyl ether extraction / M. S. Kuyukina [et al.] // J. Microbiol. Methods. – 2001. – Vol. 46, N 2. – P. 149–156. https://doi.org/10.1016/s0167-7012(01)00259-7

16. Colorimetric method for determination of sugars and related substances / M. DuBois [et al.] // Analyt. Chem. – 1956. – Vol. 28, N 3. – P. 350–356. https://doi.org/10.1021/ac60111a017

17. Cooper, D. G. Surface-active agents from two Bacillus species / D. G. Cooper, B. G. Goldenberg // Appl. Environ. Microbiol. – 1987. – Vol. 53, N 2. – P. 224–229. https://doi.org/10.1128/aem.53.2.224-229.1987

18. Pfaffl, M. W. A new mathematical model for relative quantification in real-time RT-PCR / M. W. Pfaffl // Nucl. Acids Res. – 2001. – Vol. 29, N 9. – P. e45. https://doi.org/10.1093/nar/29.9.e45

19. Molecular genetic and functional analysis of the genes encoding alkane 1-monooxygenase synthesis in members of the genus Rhodococcus / H. A. Bukliarevich [et al.] // Microbiology. – 2023. – Vol. 92, N 2. – P. 242–255. https://doi.org/10.1134/S0026261722603311

20. Characterization of the medium- and long-chain n-alkanes degrading Pseudomonas aeruginosa strain SJTD-1 and its alkane hydroxylase genes / H. Liu [et al.] // PLoS ONE. – 2014. – Vol. 9, N 8. – P. e105506. https://doi.org/10.1371/journal.pone.0105506

21. A review on recent advances in the application of biosurfactants in wastewater treatment / S. T. Malkapuram [et al.] // Sustainable Energy Technologies and Assessments. – 2021. – Vol. 48. – Art. 101576. https://doi.org/10.1016/j.seta.2021.101576

22. Mycobacterium tuberculosis Rv0991c is a redox-regulated molecular chaperone / S. H. Becker [et al.] // mBio. – 2020. – Vol. 11, N 4. – P. e01545–20. https://doi.org/10.1128/mBio.01545-20

23. Ballal, A. Control of thioredoxin reductase gene (trxB) transcription by SarA in Staphylococcus aureus / A. Ballal, A. C. Manna // J. Bacteriol. – 2010. – Vol. 192, N 1. – Art. 336. https://doi.org/10.1128/JB.01202-09

24. Sigma regulatory network in Rhodococcus erythropolis CCM2595 / V. Štěpánek [et al.] // FEMS Microbiol Lett. – 2022. – Vol. 369, N 1. – Art. fnac014. https://doi.org/10.1093/femsle/fnac014

25. Characterization of a novel heat shock protein (Hsp22.5) involved in the pathogenesis of Mycobacterium tuberculosis / B. Abomoelak [et al.] // J. Bacteriol. – 2011. – Vol. 193, N 14. – Р. 3497–3505. https://doi.org/10.1128/JB.01536-10

26. Ortiz de Orué Lucana, D. ROS-mediated signalling in bacteria: zinc-containing Cys-X-X-Cys redox centres and ironbased oxidative stress / D. Ortiz de Orué Lucana, I. Wedderhoff, M. R. Groves // J. Signal Transduct. – 2012. – Vol. 2012. – P. 605905. https://doi.org/10.1155/2012/605905